Violette : potentiel de régulation des lépidoptères nuisibles

Une étude des ravageurs et de leurs parasitoïdes a été menée en culture de violette dans les Alpes-Maritimes.

La volonté louable de réduire l'utilisation de produits phytopharmaceutiques, les changements environnementaux (conditions climatiques, érosion de la biodiversité, etc.) et l'évolution des pratiques conduisent localement à la résurgence de ravageurs considérés jusqu'à présent comme secondaires, voire anecdotiques. Face à ces nouvelles menaces, la capacité de mobiliser des compétences pour identifier/évaluer des méthodes de gestion dépend souvent de l'importance économique des cultures touchées. Dès lors, les cultures dites secondaires sont-elles condamnées à subir ces ravageurs sans possibilités d'innovations ? C'est contre cette fatalité que Inrae de Sophia Antipolis et la station Astredhor Méditerranée Cream (chambre d'agriculture des Alpes-Maritimes) ont initié une réflexion commune et des premières actions.

Une problématique : les lépidoptères nuisibles en cultures ornementales

La problématique « lépidoptères nuisibles en cultures ornementales » a été identifiée eu égard à l'importance locale de la filière en Paca Est et de la diversité des espèces végétales rencontrées, et au potentiel de régulation de ces ravageurs grâce à des parasitoïdes oophages du genre Trichogramma. Plusieurs espèces de trichogrammes sont en effet déjà commercialisées avec succès (exemple : T. brassicae contre la pyrale du maïs Ostrinia nubilalis, T. achaeae contre la mineuse de la tomate, T. evanescens contre des noctuelles, etc.) et la diversification des produits « trichogrammes » est une option intéressante compte tenu de la diversité estimée tant à l'échelle interspécifique (environ 200 espèces dans le monde, dont une quarantaine en Europe) qu'à l'échelle intraspécifique (des souches d'une même espèce pouvant présenter des caractéristiques phénotypiques contrastées).

Dans ce contexte, nous présentons ici l'étude menée sur une culture de la violette dans les Alpes-Maritimes et les premiers résultats acquis sur les lépidoptères nuisibles et la biodiversité des parasitoïdes oophages associés.

Une « petite » culture : la violette dans les Alpes-Maritimes

Historique

La culture de la violette (Viola odorata) dans les Alpes-Maritimes date de la fin du XIXe siècle. Originellement, c'est la variété 'Parme' qui fut cultivée mais, à partir de 1935, celle-ci est décimée par une maladie et est supplantée par la variété 'Victoria'. La production de violette s'élevait à près de 100 tonnes de fleurs sur Vence (Alpes-Maritimes) en 1910, (Gilly G., 1997), les fleurs étant destinées à la bouquetterie et la confiserie, les feuilles à la parfumerie. Aujourd'hui, les volumes produits sont autour des 50 tonnes de feuilles dans les Alpes-Maritimes (Allain E., 2015 et FranceAgriMer, 2018), les derniers producteurs se trouvant sur la commune de Tourrettes-sur-Loup. La production pour la bouquetterie est désormais marginale, les feuilles destinées à la parfumerie restant un débouché important avec des prix moyens autour de 1,6 € le kg en 2016 (source FAM(1), focus sur les plantes de Grasse). Depuis quelques années, la filière des plantes à parfum, de plus en plus tournée vers des produits naturels et bio, connaît un renouveau. La diversification de ses activités, notamment dans les produits transformés comme la cristallisation des fleurs, lui permet également de trouver de nouveaux débouchés économiques.

Itinéraire cultural

Originellement, la culture de la violette s'effectuait sous les oliviers mais, depuis les années 1980, sa culture s'est généralisée en hors-sol. Quarante plants sont installés dans des « boudins » verticaux de perlite de 1,8 m de haut sur 30 cm de diamètre (photos 1 à 4). La densité de mise en place des supports de culture est de 60 cm sur le rang, avec 1,2 m entre les rangs. La culture s'effectue sous abri tunnel avec couverture plastique. Cette pratique hors-sol permet de s'affranchir grandement du désherbage et offre une ergonomie de travail très appréciable. L'arrosage et la fertilisation se font au goutte-à-goutte avec un équilibre N(1)-P(0,4)-K(0,8 à 1,3) .

La récolte des fleurs se déroule de novembre à mars, et celle des feuilles s'effectue en deux coupes, généralement en mai et juillet (photos 1 à 4). Les rendements au mètre carré de culture sont de dix à trente bouquets (comprenant 20-25 fleurs/bouquet) pour la bouquetterie, de 80 à 200 g de fleurs pour la confiserie et de 3 à 5 kg de feuilles par coupe pour la parfumerie. Ces dernières doivent être amenées le jour même à l'usine. Les nouvelles plantations se font au printemps par multiplication végétative, soit par éclats de touffes, soit par prélèvements de filets (stolons) non racinés.

Les travaux présentés ici se déroulent sur l'exploitation « EARL La violette » située sur la commune de Tourrettes-sur-Loup. Exposée en coteau sud, l'exploitation s'étage sur des terrasses sur lesquelles sont disposés des tunnels plastique et verre (3 000 m²) (photo 5).

Les ravageurs en culture de violette

Du fait de ses usages en parfumerie et alimentaire, une démarche de protection intégrée a été mise en place dès la fin des années 1990 en culture de violette. Le principal ravageur ciblé était alors l'acarien tétranyque (Tetranychus urticae) qui dépréciait fortement les feuilles destinées à la parfumerie. Des lâchers de Phytoseiulus persimilis (Acari, Phytoseiidae) ont ainsi été mis en place et contribué à la régulation de ce ravageur.

Des lâchers de coccinelles Harmonia axyridis de la souche « flightless » ont également été effectués afin de compléter l'activité de la faune auxiliaire indigène pour lutter contre les pucerons. À noter toutefois l'apparition en 2016 dans les serres des Alpes-Maritimes d'un nouveau puceron, Neotoxoptera violae (J.-F. Germain et J.-M. Deogratias, 2008).

Si l'acarien tisserand et les pucerons sont relativement bien maîtrisés, plusieurs espèces de noctuelles défoliatrices causent des dégâts préjudiciables sur la culture, le seul levier de biocontrôle disponible reposant sur Bacillus thuringiensis. C'est donc plus précisément à ces ravageurs que nous nous sommes intéressés ici.

Échantillonnage des lépidoptères et des parasitoïdes oophages associés

Le suivi des populations des ravageurs et l'échantillonnage des parasitoïdes oophages ont été réalisés en 2017 et 2018 sur deux périodes, de mi-avril à fin juin puis de mi-septembre à fin novembre avec une périodicité de deux semaines. Ces périodes ont été définies en fonction d'observations préalables sur l'exploitation. Au printemps 2017, les cinq serres (A, B, C, D et E) étaient concernées. Par la suite, l'échantillonnage s'est concentré sur trois serres (B, C et D), les plus pertinentes quant à la présence des ravageurs. Ces derniers ont été prélevés sur les plants soit au stade « oeuf », soit au stade « chenille ». Ils ont ensuite été conservés au laboratoire sur un milieu nutritif afin d'atteindre le stade adulte nécessaire pour leur identification sur des bases morphologiques.

L'échantillonnage des parasitoïdes oophages repose sur deux méthodes :

- d'une part, la récolte de pontes naturelles de lépidoptères ;

- d'autre part, l'exposition d'oeufs sentinelles (préalablement stérilisés) de l'espèce Ephestia kuehniella (pyrale de la farine).

Dans ce 2e cas, deux techniques d'exposition de ces oeufs sentinelles ont été évaluées (photos 7 et 8) :

- le « patch » ; les oeufs sont préalablement collés sur une bande de carton standardisée ; cette technique n'ayant donné aucun résultat en 2017, elle a ensuite été abandonnée ;

- le « spray » : les oeufs sont fixés directement sur les végétaux préalablement humidifiés.

Ces techniques de captures ont été déployées non seulement sur les violettes sous serre à différentes hauteurs sur les boudins, mais également à l'extérieur sur des plants de violette en pot (2018 seulement), ainsi que sur d'autres espèces végétales pouvant héberger des lépidoptères : Rosa 'Tango', Prunus sp., Rubus fruticosus, Lippia citriodora, Dittrichia viscosa (2017). Les sentinelles sont laissées 48 heures sur le terrain avant d'être récupérées et placées dans une salle climatique avec des conditions contrôlées (température : 22 °C ± 1 °C, photopériode : 16 h-8 h, hygrométrie : 70 % ± 1 %).

Lorsque les individus issus du terrain (« fondateurs ») émergent au laboratoire, une plaquette d'oeufs d'E. kuehniella leur est présentée pendant au moins trois jours afin d'obtenir des descendants. Ces descendants permettront de réaliser des études complémentaires au laboratoire et éventuellement de fonder des souches durablement conservées au sein du centre de ressource biologique CRB EP-Coll. Par la suite, les fondateurs sont mis en alcool 70 ° en vue de leur caractérisation moléculaire. La caractérisation moléculaire s'effectue à partir d'une portion du gène mitochondrial COI (cytochrome oxydase I) selon le même procédé décrit dans la publication Dumbardon et al., 2018. Les séquences obtenues sont comparées à celles de notre base de données interne ainsi qu'à celles de la base de données internationale Genbank.

Lépidoptères rencontrés en culture de violette

Diversité des papillons observés

Deux espèces de papillons ont été observées sur la période 2017-2018.

Spilosoma lutea Hufnagel, 1766 (Lepidoptera : Erebidae) a été identifié à partir de ses caractéristiques morphologiques et moléculaires. Les premiers oeufs ont été observés dans les serres au printemps et l'espèce est présente jusqu'au mois de septembre, provoquant des dégâts importants sur le feuillage (photos 9 et 10). Plusieurs générations se succèdent durant l'année, une diapause au stade nymphal ayant lieu entre octobre et mars (Baker, 1975 ; observation personnelle). D'après la littérature, cette espèce est très polyphage(2) et peut être un ravageur sur d'autres plantes d'intérêt agronomique comme le framboisier et la menthe.

Noctua comes (Lepidoptera : Noctuidae) a été identifié à partir de ses caractéristiques morphologiques uniquement. Cette espèce semble présente en automne-hiver, à partir de mi-septembre jusqu'au début du mois de mars. Sur l'exploitation, la serre la plus ouverte semble la plus touchée par Noctua comes.

Focus sur Spilosoma lutea

Afin de mieux comprendre la biologie de Spilosoma lutea, son élevage a été mis en place en laboratoire sur milieu artificiel. À titre de précaution, masques et gants ont été utilisés.

Le cycle complet a pu être obtenu à 22 °C, et ceci pendant plus d'une dizaine de générations (Figure 1). Les oeufs de couleur vert/jaune éclosent entre trois et sept jours après la ponte, puis quatre stades larvaires se succèdent :

- la larve de stade L1, de couleur blanche avec des poils noirs, taille entre 1 mm et 5 mm ; ce stade dure entre 7 et 8 jours ;

- la larve de stade L2, même aspect que le stade L1, taille entre 5 mm et 15 mm ; entre 11 et 13 jours ;

- la larve de stade L3, avec des bandes noires apparaissant sur la partie dorsale ainsi qu'une quantité de poils plus importante ; taille de 15 à 20 mm ; ce stade dure entre 6 et 7 jours ;

- la larve de stade L4, de couleur brune-noire avec une masse de poils plus importante, taille entre 20 et 35 mm ; la durée de ce stade est la plus variable, de 8 à 24 jours.

La chrysalide est de couleur brune et sa taille est comprise entre 10 et 20 mm. Ce stade a une durée comprise entre 15 et 30 jours. À l'émergence des adultes ( 28-40 mm d'envergure, de couleur jaunâtre à blanchâtre avec des taches noires en position caractéristique mais de nombre variable), le sex-ratio (proportion de mâles) est d'environ 50 %.

Cette possibilité d'élevage au laboratoire de Spilosoma lutea est particulièrement intéressante, dans la mesure où elle permet d'envisager plusieurs applications comme l'utilisation d'oeufs sentinelles (à noter que les femelles non fécondées peuvent pondre leurs oeufs, alors stériles, ce qui permet de les utiliser sans risque) et l'élevage de parasitoïdes oophages de taille supérieure à celle des trichogrammes, comme les Scelionidae.

Diversité des parasitoïdes oophages locaux

Parasitisme sur pontes naturelles de Spilosoma lutea

Une trentaine de pontes naturelles de Spilosoma lutea a été récoltée chaque année. De ces pontes sont sorties des parasitoïdes de la famille des Scelionidae identifiés jusqu'au genre Telenomus. Plusieurs spécimens ont été caractérisés moléculairement, leur faible divergence montrant qu'ils n'appartiennent qu'à une seule espèce. Il n'existe toutefois pas de correspondances suffisantes dans la base de données Genbank. Parallèlement, des spécimens ont donc été envoyés chez un spécialiste roumain pour préciser le nom de l'espèce. En 2018, le taux de parasitisme de cet insecte était de 42 %.

Bilan des expositions d'oeufs sentinelles d'Ephestia kuehniella

L'ensemble des résultats est synthétisé dans le Tableau 1. Sous serre en 2017, 495 « patchs d'oeufs » et 1 157 « sprays » ont été déposés. Aucun parasitisme n'a été observé sur les patchs mais 19 sprays ont été parasités par des trichogrammes, a posteriori identifiés appartenant à six espèces différentes (voir ci-dessous). Aux abords des serres, 123 sprays ont été déposés sur différentes plantes, deux ont été parasités par des trichogrammes par deux espèces différentes (voir ci-dessous). Au vu des résultats de cette première année, la technique des patchs a été abandonnée dès l'automne 2017. Des pots de violette (plante touchée par le ravageur) ont également été disposés en extérieur afin d'observer ou non la présence des mêmes espèces de trichogrammes que sous serre. Sous serre en 2018, 679 sprays ont été déposés, 17 étant parasités par des trichogrammes de cinq espèces différentes. Aux abords des serres, 41 pots de violette ont été exposés, trois ayant permis de collecter des trichogrammes appartenant à deux espèces différentes.

Finalement, seuls 2 % des sprays ont été parasités, ce qui peut paraître particulièrement faible. Il convient toutefois de noter que la présence des trichogrammes est très variable dans le temps comme dans l'espace. Pour ce qui est de la répartition temporelle, la présence des trichogrammes a été attestée tout au long de la période étudiée soit de mai à novembre avec, en 2018, un pic d'abondance en septembre. Concernant la répartition spatiale, les résultats suggèrent une plus grande présence des trichogrammes aux abords de la culture (3 %) que dans la culture de violette (2 %). Au sein de la culture, la hauteur d'échantillonnage semble aussi avoir une influence. Ainsi, sur les trois hauteurs testées en 2017 (10 cm, 80 cm et 180 cm du sol) puis les deux hauteurs (10 cm et 80 cm) testées en 2018, les taux de parasitisme les plus forts ont systématiquement été observés sur la strate la plus basse (respectivement 0,86 % et 1,76 % en 2017 et 2018), ce qui correspond à la distribution des pontes du ravageur.

Caractérisation moléculaire des trichogrammes

Pour pousser plus loin l'identification des parasitoïdes oophages de la famille des Trichogrammatidae, le séquençage d'une portion du gène mitochondrial a été entrepris avec succès pour 85 % des échantillons (Tableau 2). À l'exception de deux échantillons, tous les autres ont pu être rattachés à des séquences de référence (Accessions GenBank : MG932137-MG932305) obtenues précédemment (Warot, mémoire EPHE 2018). Au total, neuf « entités » moléculaires distinctes ont été identifiées, six correspondants à des espèces bien connues, trois autres à des espèces encore non identifiées, voire nouvelles (sp1, sp2 et sp3).

Curieusement, l'espèce la plus abondamment trouvée est justement une de ces espèces non identifiées, Trichogramma sp3 (SwH). C'est une espèce qui semble moléculairement proche de l'espèce Trichogramma brassicae, présente également sur la parcelle. D'après nos observations, cette espèce a une reproduction asexuée (les mères produisant des filles en l'absence de mâles), cette forme de parthénogenèse (dite « thélytoque ») semblant induite par un symbiote bactérien, Wolbachia). À noter que, malgré de nombreux échantillonnages réalisés ces dernières années dans les Alpes-Maritimes (Ion Scotta, thèse UCA 2019, Groussier non publié), cette espèce a été pour le moment retrouvée uniquement sur cette exploitation. Ceci pourrait suggérer une certaine spécialisation vis-à-vis de conditions écologiques locales.

Les deux autres espèces les plus abondantes sur le site sont T. evanescens et T. cacoeciae. Ces deux espèces, très abondantes dans la zone ouest-paléarctique en général et sur tout le territoire français en particulier, sont décrites comme très polyphages (Muru et al., soumis, Consoli et al., 2010).

Identifier, évaluer... et fournir les parasitoïdes

Les travaux présentés ici visaient à préciser les lépidoptères nuisibles et parasitoïdes oophages associés à une culture « confidentielle », la culture de violette dans les Alpes-Maritimes. En l'état, les dégâts observés ont pu être attribués principalement à un ravageur, Spilosoma lutea, une espèce polyphage susceptible de causer des dégâts sur d'autres cultures de ce territoire. Vis-à-vis de ce ravageur, deux auxiliaires candidats ont été identifiés :

- d'une part, une espèce du genre Telenomus dont le parasitisme sur S. lutea a été observé dans l'exploitation ;

- d'autre part, une espèce du genre Trichogramma (Trichogramma sp3 - SwH)qui a été retrouvée fréquemment dans l'agrosystème sans toutefois que le parasitisme spontané de S. lutea n'ait été jusqu'à présent démontré.

À l'heure actuelle, aucune de ces deux espèces n'est commercialisée par les sociétés productrices d'auxiliaires. C'est en réponse à ce type d'impasse (fournir des auxiliaires « particuliers » pour des petits marchés « territorialisés ») qu'est né le projet Bidime, financé pour la période 2020-2023 par l'Agence nationale de la recherche (appel à projet « Écophyto maturation-biocontrôle ». Ce projet implique deux laboratoires publics en biologie (ISA et CBGP), un laboratoire de recherches en sciences humaines et sociales (Gredeg), Astredhor, la chambre d'agriculture des Alpes-Maritimes au travers de la station d'expérimentation Cream et la biofabrique Bioline Agrosciences. Sous l'angle agronomique, les ambitions du projet Bidime sont plus précisément :

- de recenser les problèmes de lépidoptères sur cultures ornementales et maraîchères en Paca Est (Alpes-Maritimes et zone limitrophe dans le Var) et, à ce titre, généraliser les travaux présentés ici ;

- d'évaluer le potentiel de souches indigènes de trichogrammes à contrôler cette communauté de ravageurs ;

- de réfléchir à un modèle d'affaire permettant de fournir durablement aux agriculteurs locaux la ou les souches d'auxiliaires identifiées.

Si les deux premières ambitions reposent sur des compétences/activités en lien avec la biologie (inventaire faunistique, taxonomie, phénotypage et caractérisation moléculaire), la réflexion sur le modèle d'affaire requiert résolument une approche interdisciplinaire, réflexion qui devra également progressivement inclure d'autres « parties prenantes » (« porteurs d'enjeux ») locales (collectivités, industriels liés aux filières, structures en charge de la valorisation des démarches en agriculture durable et/ou de la protection du patrimoine culturel, etc.)... Bref, un véritable défi collectif et intersectoriel !

(1) FranceAgriMer, 2018.(2) https://tinyurl.com/ys5ep94p